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分科会セミナー(呼吸器系)

犬猫における気管支鏡検査*

城下 幸仁1)
Yukihito SHIROSHITA

*Bronchoscopy in dogs and cats

1) 相模が丘動物病院:〒228-0001  神奈川県座間市相模が丘6-11-7


はじめに

気管支鏡検査は呼吸器疾患への直接的なアプローチ法のひとつである。肺野異常陰影、慢性発咳、異常呼吸などの診断および治療方針の決定に有用である。小動物では全身麻酔下で気道確保と並行して行うため、少なからず侵襲的検査であり、その意義、目的、リスクを理解し、慎重に適用する必要がある。今回、犬猫における気管支鏡検査を安全かつ確実に実施するための基本的な考え方と手技について概説する。

目的と意義

気管支鏡検査は、呼吸症状や画像所見の原因究明のため、気道病変の直視と部位同定、病原体の検出、病理標本の採取を目的とする。それは、観察、生検、および気管支肺胞洗浄(bronchoalveolar lavage, BAL)によってなされる。気管支鏡検査では喉頭からの観察が可能である。同定可能な疾患1表1に示した。実際に気道内を観察してみると、患者固有の粘膜や壁構造の変化が発見され疾患名を確立できなくても慢性発咳や肺機能低下を説明できることが多い。このように、診断の確立とともに患者固有の状況を把握し、そこにもfocusを合わせた治療方針を決定できるという点にも意義がある。また、検査に引き続き気道内分泌物吸引や異物除去などの処置も可能となる。病変部位の同定は外科切除部位の決定に役立つ。

表1 気管支鏡検査で確定できる疾患

喉頭麻痺
喉頭小嚢外反
細菌性肺炎
真菌性・原虫性肺炎
猫喘息
好酸球性肺炎
気管虚脱
気道内異物
気道内の寄生虫
肺および気管腫瘍


気管支鏡について

気管支鏡操作に時間を要せばそれだけ危険性が増す。したがって、操作時間を短縮し安全性を高めるための装置の条件とは、対象動物に無理のないスコープ外径であること、操作しやすいこと、および画像解像度が高いことの3点を満たすことである。気管支鏡には挿入部の形状により軟性鏡と硬性鏡の2種類がある。硬性鏡は気道確保下に確実に処置が進められるが大きな気道内でのみしか適応できないので、獣医療では動物の気道を深部まで円滑に観察できる前者が専ら使用されている。軟性鏡にはしなやかで細いファイバースコープと解像度の高いビデオスコープがある。著者は、猫や体重3.5kg未満の犬には挿入部径3.6mmの細径気管支ファイバースコープ(OLYMPUS BF TYPE 3C30, 有効長550mm, 鉗子チャネル径1.2mm)、体重3.5-14kg未満の犬には挿入部外径4.0mmの細径気管支ファイバースコープ(図1、OLYMPUS BF TYPE MP60, 有効長600mm, 鉗子チャネル径2.0mm)、体重14kg以上の犬には挿入部径6.0mmの小動物用ビデオスコープ(OLYMPUS AVS VQ-6292A, 有効長950mm, 鉗子チャネル径2.0mm)を用いている。気管支ファイバースコープは有効長が適切なので追従性がよく操作しやすいが解像度に妥協し(特に3C30)、後者は解像度が高いが、グリップ部分が太く重く挿入部も余分に長いので追従性にやや難があり操作しにくい点に妥協しなければならない。著者は、細径気管支ファイバースコープを使用する機会が圧倒的に多い。OLYMPUSのBF TYPE XP60(挿入部径2.8mm、有効長600mm, 鉗子チャネル径1.2mm)を図2に示した。構造は、挿入部、操作部、観察部、接続部に分けることができる。構造詳細は他文献2を参照されたい。光源装置(OLYMPUS VL-1A)は動物用ビデオスコープシステムと共有し、モニタ観察や画像記録は、観察部にCCDカメラヘッドを装着しビデオシステム装置(OLYMPUS OTV-SC)を介して行っている(図3)。動画はHDDビデオ、静止画記録にはMO記録装置(OLYMPUS EICP-S)を用いている。


図1  挿入部外径4.0mmの細径気管支ファイバースコープ(OLYM
PUS BF TYPE MP60, 有効長600mm, 鉗子チャネル径2.0mm)。



図2 細径気管支ファイバースコープ全体像。



図3  気管支ファイバースコープの観察部にCCDカメラヘッドを装着し
モニター観察と画像記録を行う。光源装置はビデオスコープシステムの
ものと共有している。操作部の握り方に注目。

内視鏡と処置具の取り扱いおよび洗浄・消毒法に関しては各メーカーの指示に従い慎重かつ適切に行う必要がある。特に気管支ファイバースコープは非常に細く繊細な光ファイバーを束ねた構造となっているので急激に過度な屈曲を行うと圧迫でファイバーが断線してしまう。断線したファイバーの部分は画面に黒点として現れ、修復不能である。観察・処置時に術者が無理な操作をしないことは当然であるが、洗浄・消毒・保管を行うスタッフにも徹底した周知が必要となる。
一般に、挿入部径が細くなると適応は広がるが、鉗子チャネル径が細くなり利用可能な処置具が制限される。標準の2.0mmのチャネル径なら全ての処置が可能だが、1.5mm以下になると使用できるのは、生検鉗子1種類、細胞診ブラシ2種類、および3タイプの把持鉗子(三本爪型、スパイラル型2種類、バスケット型)のみとなる(
図4)。


図4  1.2mm鉗子チャネル用処置具。左上から右下に、
生検鉗子、ブラシ(シースなし、シース付き)、把持鉗子
(三本爪型、スパイラル型3本/4本、バスケット型)の7種
類のみで、生検針やバルーン等はない。

臨床解剖と組織構造

気管支鏡的分岐命名法:犬の気管支樹は左右の主気管支を軸とする比較的単純な主軸状(monopodial)に分岐していく。この解剖学特徴を生かし犬の気管支鏡的分岐命名法がAmisら3により提案された。これは気管支樹を分岐順と走行方向の2つの要素で表現して単純化されている。検査中に複雑な気管支樹の部位を迅速かつ的確に表現でき便利である。演者らはAmisらの図譜をより生体肺に基づいたものに修正した(図54,5


図5 仰臥保定下での犬の気管気管支樹。方向と分岐順に従った気管支命名法が提唱されており、気管支
鏡所見はこの略語で部位表現される。各部位の内視鏡所見も示した。番号順に観察する。

正常犬の気管支鏡所見図5に犬の気管気管支樹内の内視鏡所見を示した。これは仰臥保定下の所見である。伏臥保定下の所見はAmisら3によりファイバースコープの所見が報告されている。

胸部X線所見との関連:演者らは、犬において気管支鏡検査で確実に同定かつ鉗子挿入可能である葉・区域気管支は全部で20本であることを確認した(図6左6,7。これはAmisら3の見解と一致した。さらにそれら各気管支が胸部X線上のどの領域に分布するか調べた(図6右6,7。これを用いて、胸部X線所見から肺野の限局性陰影に対して目的気管支を予定しておくことが可能となる。


図6 左は犬の気管支鏡検査において同定かつ鉗子挿入可能な20本の気管支を示す。右は
その各気管支の胸部X線上での走行部位を領域で表現した。

気管支の組織構造図7示した。肉眼所見の理解に必要となる。上皮層は多列線毛円柱上皮であり、粘膜固有層には縦走する弾性線維がほぼ均等に密に分布する。その間に気管腺、気管支静脈に流入する毛細血管網、リンパ球などの炎症細胞が存在する。その下は輪走する平滑筋層よりなる。気管支鏡で透見できるのは約0.5mm程度で固有層の深さに相当する。
猫について:現時点では猫の気管支樹の構造や気管支走行について固有のデータはない。しかし経験的に犬同様に主軸状分岐すると思われ、犬の命名法や構造に準じるものとして検査が行われている。


図7 気管支の組織構造。気管支鏡では粘膜固有層の深さまでを透見している。

適応・禁忌・合併症

適応:胸部異常陰影(びまん性間質陰影、限局性肺胞浸潤陰影、結節陰影など)、2ヶ月以上の慢性発咳、喀血、気道内異物・塊病変、喘鳴や努力呼吸などの異常呼吸。
禁忌:絶対禁忌は全身状態不良や重度心肥大を示す患者。Pao2 60 mm Hg未満、血液凝固能低下、体重2.5kg未満の症例は相対禁忌であり、目的と必要性を十分考慮の上、実施を検討する。
合併症:不適切な患者選択や手技によって肺拡張不全、不整脈、出血、および気胸が起こりうる。しかし、麻酔や検査手技の侵襲を理解すれば予防可能である。また、猫では高率に覚醒後に嘔吐が見られるが翌日には消失する。

患者の評価

術前検査:心電図、CBC・血液生化学、胸部X線、動脈血ガス分析、凝固時間測定を行い、患者のリスクを評価する。胸部X線では気管および気管支径を測定しスコープが通過可能か調べておく。肺野の限局性陰影に対しては目的気管支を予定しておく6,7

設備およびスタッフ

設備:透視下で行う。気道内の変形が著しい場合、スコープの位置を確認できる。経気管支肺生検や気管支ブラッシングでは透視が不可欠となる。
スタッフ:気管支鏡医、鉗子助手、麻酔係、検体処理係の最低4名以上で臨んでいる。

基本手技

麻酔とモニタ:症例に合わせた前処置を行うが、気道内分泌物抑制のためアトロピン0.05mg/kg皮下投与は常に行う。プロポフォールの持続投与(0.1-0.4mg/kg/min)で麻酔維持し、Spo2、心電図、血圧、およびカプノグラムをモニタする。検査中は麻酔回路が一部開放となるのでガス麻酔維持は適さない。

保定:著者らは仰臥保定で行っている。常にup方向にスコープや鉗子を誘導できるので全体的に比較的スムーズに操作が行えるようになる。また、BALにおいて重力にしたがって注入液を効率よく回収できる。

検査中の気道確保:導入直後は気管チューブを挿管し仰臥保定でモニタ設置を完了させ、維持麻酔に移行し、自発呼吸安定後、気管チューブを抜去し、酸素投与と換気維持のためラリンゲルマスクにY型アダプターを装着したものを口咽頭に設置している(図8)。最も小さいサイズのラリンゲルマスクでもID 5.25mmあり、猫や体重2kg程度の極小犬にも設置可能であり、さらに挿入部径3.6mmの気管支鏡が裕に通過できる。一方、ID 4.5mmの気管チューブにはアダプターを外しても通過できない(図8)。Y型アダプターの片方に麻酔回路に接続すれば、酸素や麻酔ガスを投与しながら検査が可能となる。また、喉頭からの観察が可能となる。


図8 ラリンゲルマスクとY型アダプター(a)とID4.5mmの気管チューブ(b)の比較。
最も小さいサイズのラリンゲルマスクでもID 5.25mmであり、挿入部径3.6mmの
気管支鏡が裕に通過できる。一方、ID 4.5mmの気管チューブにはアダプターを外
しても通過できない。ラリンゲルマスクとY型アダプターを用いれば、猫でも酸素投
与しながら自発呼吸を阻害せずに気管支鏡検査が可能となる。

スコープ操作:右手で挿入部を持ち前後方向に動かし、左手で操作部を持ち左右にはrotation(図9)、上下にはレバーのup downで操作しながら粘膜を擦らないようにスコープを進める。挿入部分を緊張させながら左手で操作を行うとスコープの追従性が増し迅速なアプローチが可能となる。Spo2が90%未満になれば一度スコープを抜く。全検査は15分程度を目標に終了させる。


図9 スコープのrotation操作。画面左右へは手首のスナップを利かせて誘導する。
気管分岐部から右主気管支内(白点線の円内)にスコープを進めている。

検査方法:原則として観察、ブラシ擦過、粘膜生検、経気管支肺生検、BALの順で検査を行う。

i) 観察:図1の番号順に系統的に観察し、方向、位置、気管支および分岐角度をただちに識別できるようにする。粘膜や壁構造の変化、管内および管外要因による変化をみる。
ii) 気管支ブラッシング:粘膜主体病変の評価である。上皮層病変に対し直視下に行う(
図10)。もしくは目的気管支の末梢気道病変や病原体の評価も可能である。出血リスクの高い症例において肺生検の代用としてもある程度有用である。細胞診と微生物検査に供する。

図10 粘膜病変部の気管支ブラッシング。サンプルは細胞診と微生物学的検査に供する。

iii) 粘膜生検:粘膜下主体病変の評価である。粘膜や隆起性病変に対して直視下にて行う(図11)。病理検査に供する。動脈瘤などの柔軟な拍動性隆起は生検禁忌である。


図11 直視下気道内腫瘍生検。

iv) 経気管支肺生検:肺実質病変の評価である。透視下で行う(図12)。胸部X線所見により目的気管支を予定しておく。出血を最小限にするためできるだけ末梢部で生検を行う。


図12 経気管支肺生検。目的気管支に鉗子を導入し透視下で行う。

v) 気管支肺胞洗浄(BAL):末梢気道および肺胞領域の評価である。滅菌生食水10ml×3回(外径4.0mm以下の気管支ファイバースコープ使用時)または25ml×3回(外径6.0mmのビデオスコープ使用時)を注入し回収する(図13)。回収液を、総細胞数算定、細胞診、Gram染色、細菌培養に供する。検体評価のため挿入気管支、注入量、回収率を必ずデータに付記する。


図13 BAL。術者はモニタをみながらスコープ先端を固定し助手が注入する。

検査終了後、ラリンゲルマスクを気管チューブに入れ替える。抜管後少なくとも24時間は酸素室管理とし、検査後3日間は咽喉頭からの気道汚染対策として抗生剤を投与する。

肉眼観察所見の読み方

-正常動物でもときどきみられる所見:喉頭小嚢の浮腫、LPBの虚脱、ネコの気道内粘液、左右主気管支の内側枝(図14


図14 正常動物でもときどきみられる所見。a.喉頭小嚢の浮腫 b.左主気管支
の狭窄 c.左右主気管支の内側枝 d.猫気道内の凹凸不整と粘液。

-肉眼所見:粘膜の色/襞/上皮下血管、中枢気道の虚脱/狭窄、分泌物、分岐部の鈍/鋭などをみる(図15)。


図15 肉眼観察所見。粘膜の変化、壁構造の変化、管内要因、管外要因に
整理して観察する。 a.気管分岐部粘膜の血管の怒張 b.左主気管支壁の拡張
c.区域気管支内の粘液貯留 d.肺門リンパ腫大による右前葉気管支の狭窄。

BAL回収液の処理と解析

-回収液の処理:回収後1時間以内に処理する。回収原液をよく撹拌し、先ず白血球計算板を用い総細胞数を算定する。沈降法により3標本作製し、ひとつは細胞診、ひとつはGram染色、最後の1枚は染色せずに保管しておく。回収原液の残りを細菌培養検査に供する。
-BAL検体評価:正常値の文献値と自験データを
表2に示した。BALに観察された起炎菌の評価については表3に示した8。細胞診は、急性好中球性炎症、慢性活動性炎症、慢性炎症、好酸球性炎症、出血、腫瘍に分類9して評価する(表4)。

表2 正常な犬猫のBAL解析。マクロファージが多数を占め、猫では好酸球の比率が高い。

 
文献no.
1
自験データ
1
自験データ**
総細胞数/μl
200±86
184±102
241±101
112±116
細胞分画l(%)
 
 
 マクロファージ
70±11
89±10
70.6±9.8
81±10
 好中球
5±5
5±8
6.7±4.0
4±3
 好酸球
6±5
0±1
16.1±6.8
12±9
 リンパ球
7±5
5±4
4.6±3.2
3±3
 好塩基球
1±1
0±0.2
NR
0
NR:not reported
* mean±SD n=5 計23回、平均回収率57.2±13.0 %; ** mean±SD n=7 計24回、平均回収率70.2±12.8 %

表3 BAL検体を用いた細菌性肺炎の起炎菌の評価基準8

扁平上皮 全細胞数の1%以下
細菌
定量培養 1.7×103CFU/ml以上
グラム染色 50視野(X1000)中1視野でも、2個以上の細胞内細菌がみられる。
BAL検体の定量細菌培養およびグラム染色標本によって以上条件を満たす細菌があれば,
細菌性下気道感染症と診断してよい。またその細菌を起炎菌とみなしてよい。
この診断基準は感度87%、特異度97%である8

表4 BAL細胞診の所見の分類9

分類 所見
急性好中球性炎症 好中球が圧倒的多数。変性好中球、微生物を貪食したものなどあり。主に細菌感染を示唆。
慢性活動性あるいは混合性炎症 好中球とマクロファージが増加。細胞屑の貪食像あり。感染、腫瘍、非感染性炎症などさまざま。細菌感染の回復期も含む。
慢性炎症 活性化マクロファージ主体。総細胞数も増加している。わずかだが好中球、活性化リンパ球、形質細胞の増加もある。感染や腫瘍のときの非特異的所見である。
好酸球性炎症 好酸球の増加。過敏性反応に関係。寄生虫性、アレルギー肺炎や気管支炎でふつうにみられる。
出血 赤血球の増加。赤血球の貪食像や担鉄細胞(hemosiderin-laden macrophages)あり。慢性炎症には出血が起こる。
腫瘍 悪性所見の基準をいくつか満たす細胞群がみられる。肥満細胞、リンパ芽球などがよくみられる。重度な炎症性変化には上皮の過形成もみられるが腫瘍性との鑑別は困難である。

症例

セミナー当日は、喉頭病変(喉頭小嚢外反、喉頭麻痺、声帯腫脹)、気管虚脱Grade I-IV、気道の圧迫、肺門リンパ節腫大、左房拡大による左主気管支の圧迫、気管支拡張、喀血、下気道感染症における粘稠分泌物の湧出、気管腫瘍などの気管支鏡所見の動画を紹介します。

おわりに

小動物における気管支鏡操作には、全身麻酔下呼吸管理と気道を共有しなければならないというリスクが既に存在する。安全に行うためには、合併症の理解と患者の選択、そして基本操作の習熟、最後に動物に対するいたわりの心が必要となる。

引用文献

1.  King LG: Textbook of Respiratory Diseases in Dogs and Cats, SAUNDERS, St.Louis (2004)
2.  城下幸仁: 特集 内視鏡を使いこなす Part1目的と基本的な操作-気管支鏡 基本構造と特性、手技. infoVets, 9, 15-21 (2006)
3.  Amis TC, McKiernan BC: Systematic identification of endobronchial anatomy during bronchoscopy in the dog, Am J Vet Res, 47, 2649-2657 (1986)
4.  城下幸仁, 松田岳人: 仰臥保定下における正常犬の気管支鏡所見, 第24回動物臨床医学会年次大会プロシーディング, 大阪, No.1, 312-312 (2003)
5.  城下幸仁, 松田岳人, 佐藤陽子, et al: 仰臥保定下における正常犬の気管支鏡所見-2003年発表図譜の修正-, 第26回動物臨床医学会年次大会プロシーディング, 大阪, No.3, 194-195 (2005)
6.  城下幸仁, 松田岳人: 胸部レントゲン像における犬の葉・区域気管支の分布と走行, 第25回動物臨床医学会年次大会プロシーディング, 大阪, No.3, 146-147 (2004)
7.  城下幸仁, 松田岳人, 佐藤陽子, et al: 胸部X線像における犬の気管支樹の模式化, 第26回動物臨床医学会年次大会プロシーディング, 大阪, No.3, 196-197 (2005)
8.  Peeters DE, McKiernan BC, Weisiger RM, et al: Quantitative bacterial cultures and cytological examination of bronchoalveolar lavage specimens in dogs, J Vet Intern Med, 14, 534-541 (2000)
9.  Hawkins EC, DeNicola DB, Kuehn NF: Bronchoalveolar lavage in the evaluation of pulmonary disease in the dog and cat. State of the art, J Vet Intern Med, 4, 267-274 (1990)


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